Investigación de la transmisión vertical y horizontal de Spiroplasma en garrapatas en condiciones de laboratorio.

Scientific Reports volumen 13, número de artículo: 13265 (2023) Citar este artículo

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Muchos artrópodos albergan simbiontes bacterianos, que se mantienen mediante transmisión vertical y/u horizontal. El espiroplasma es uno de los simbiontes más conocidos de garrapatas y otros artrópodos. Aún no está claro cómo se han propagado las infecciones por Spiroplasma en las poblaciones de garrapatas a pesar de su alta prevalencia en algunas especies de garrapatas. En este estudio, se examinó Ixodes ovatus, que se ha informado que alberga Spiroplasma ixodetis en altas frecuencias, para determinar su potencial de transmisión vertical en condiciones experimentales. A continuación, se inocularon experimentalmente dos aislados de Spiroplasma derivado de garrapatas, S. ixodetis y Spiroplasma mirum, en colonias de Haemaphysalis longicornis libres de Spiroplasma y se analizó la presencia de Spiroplasma en sus huevos y larvas. Nuestros datos experimentales confirmaron que S. ixodetis se transmitió a huevos y larvas de manera vertical en el huésped original I. ovatus. En el segundo experimento, no hubo diferencias significativas en el peso congestionado, el peso de los huevos y la tasa de eclosión entre los grupos de H. longicornis inoculados con Spiroplasma y los de control. Esto sugirió que la infección por Spiroplasma no afecta la reproducción de las garrapatas. El ADN de espiroplasma solo se detectó en los huevos y larvas derivados de algunos individuos de grupos inoculados con S. ixodetis. Esto ha demostrado el potencial de la transmisión horizontal entre diferentes especies de garrapatas. Estos hallazgos pueden ayudar a comprender la dinámica de transmisión de Spiroplasma en la naturaleza y su mecanismo de adaptación para albergar especies de artrópodos.

Las garrapatas ixódidas son ectoparásitos hematófagos de vertebrados con aproximadamente 700 especies distribuidas en todo el mundo1. Sirven como vectores para muchos patógenos y causan importantes problemas veterinarios y de salud pública a nivel mundial2,3. Las garrapatas ixódidas se adhieren a sus huéspedes durante días o semanas mientras se alimentan de sangre. Dependiendo de la cantidad de huéspedes que infestan durante su ciclo de vida, se dividen en garrapatas de uno, dos y tres huéspedes. Las garrapatas de un solo huésped se adhieren a un solo huésped durante su ciclo de vida, mientras que las garrapatas de dos y tres huéspedes abandonan el huésped después de alimentarse para mudar en el ambiente entre etapas4,5,6,7,8.

El término "simbiosis" se definió por primera vez en 1879 para describir la condición en la que diferentes especies viven juntas en estrecha asociación9. Las relaciones simbióticas son importantes en los procesos biológicos y los sistemas ecológicos10. En la naturaleza, las relaciones simbióticas entre bacterias y artrópodos son bien conocidas y han sido ampliamente estudiadas10. Los simbiontes utilizan estrategias de transmisión dispares para permitir su supervivencia en sus huéspedes11. Algunos simbiontes como Wolbachia y Arsenophonus se transmiten verticalmente en artrópodos huéspedes12. Mientras tanto, otros utilizan rutas de transmisión horizontal, por ejemplo, al ser adquiridos de congéneres ambientales o infectados u otras especies13,14. En algunos casos, una combinación de múltiples rutas de infección crea dinámicas de transmisión complejas en la naturaleza15,16. La forma de transmisión dominante de los endosimbiontes es la transmisión vertical, que ocurre principalmente de la madre a la descendencia17. Algunos insectos simbiontes muestran estrategias de transmisión especializadas, por ejemplo, a través de secreciones post-oviposición de los padres18.

Los miembros del género Spiroplasma son bacterias helicoidales que carecen de pared celular. Se estima que entre el 5% y el 10% de los artrópodos albergan Spiroplasma como simbionte19,20. Muchas especies de Spiroplasma mantienen su infección en sus huéspedes mediante transmisión vertical21. En Drosophila, Spiroplasma utiliza maquinaria de absorción de la yema para pasar a la línea germinal para la transmisión vertical22. Recientemente se ha descubierto que algunos de estos Spiroplasma de transmisión vertical confieren protección contra nematodos, avispas parasitoides y hongos a sus huéspedes21. Aunque se ha confirmado la transmisión vertical de Spiroplasma en algunas especies21, los estudios filogenéticos han informado de una mala agrupación de Spiroplasma, incluso de la misma especie huésped. Esto sugiere que la transmisión horizontal entre huéspedes no relacionados ocurre con frecuencia21,23,24.

Las garrapatas generalmente albergan endosimbiontes bacterianos heredados de la madre25,26. Algunos de estos endosimbiontes, como Coxiella y Francisella, probablemente sean esenciales para el ciclo de vida de las garrapatas27. También se ha demostrado que las garrapatas albergan espiroplasma28,29. Aún no está claro cómo se propaga la infección por Spiroplasma entre las poblaciones de garrapatas, a pesar de que se observan altas tasas de infección en algunas especies de garrapatas, como Ixodes ovatus y Haemaphysalis kitaokai30.

En este estudio, la transmisión vertical de Spiroplasma se demostró utilizando I. ovatus recolectado en el campo, que alberga Spiroplasma en altas frecuencias. Además, se examinó el potencial de transmisión horizontal de Spiroplasma inoculando experimentalmente cepas de Spiroplasma aisladas de garrapatas en colonias de garrapatas de laboratorio libres de Spiroplasma.

De 30 hembras de I. ovatus (acopladas previamente con machos) utilizadas para infestar conejos, 14 garrapatas se hincharon por completo y se separaron de los animales ocho días después de la infestación. Nueve de ellas pusieron huevos aproximadamente nueve días después del desprendimiento, mientras que no se observó oviposición en cinco garrapatas hinchadas.

Se utilizó ADN extraído de tres grupos de huevos y tres grupos de larvas por garrapata para la detección de Spiroplasma mediante PCR y secuenciación de Sanger. Se detectó ADN de Spiroplasma ixodetis en todos los grupos de huevos y larvas analizados. La infección por espiroplasma también se confirmó en todas las hembras ingurgitadas de I. ovatus de las que se obtuvieron los huevos y larvas analizados.

A las hembras de H. longicornis se les inyectó PBS, S. ixodetis o S. mirum con o sin antibióticos (sal sódica de penicilina G). De las 70 garrapatas utilizadas, un total de 63 estaban vivas después de la inyección. Siete garrapatas murieron durante el período de incubación siete días después de la inyección. El peso de congestión promedio se calculó para 3 a 7 individuos en cada grupo y estuvo en el rango de 87,4 a 262,2 mg. El mayor peso de ingurgitación se observó en el grupo de S. ixodetis (5 × 1011 bacterias) + inyección de sal sódica de penicilina G (Fig. 1, S. ixodetis H_PG). Mientras tanto, el más pequeño fue para el grupo de inyección de S. mirum (5 × 1011 bacterias) (Fig. 1, S. mirum H_wo). No hubo diferencias estadísticamente significativas en el peso de la ingurgitación entre los grupos, incluidos aquellos con y sin antibióticos, según la prueba de Kruskal-Wallis (Fig. 1). La eficiencia de producción de huevos se calculó dividiendo el peso del huevo puesto por el peso corporal hinchado31. El promedio calculado para 3 a 7 personas en cada grupo se situó en el rango de 33,1 a 57,1. La mayor eficiencia de producción de huevos se observó en el grupo de inyección de S. mirum (5 × 108 bacterias) (Tabla 1, SM_Low_wo), mientras que la más pequeña se observó en el grupo de inyección de S. ixodetis (5 × 1011 bacterias) (Tabla 1, SI_High_wo ). No hubo diferencias estadísticamente significativas en la eficiencia de la producción de huevos entre los grupos, incluidos aquellos con y sin antibióticos. La tasa de eclosión se calculó para 3 a 7 individuos en cada grupo y estuvo en el rango de 3,5 a 98,8%. La tasa de eclosión mediana más alta se observó para el grupo de inyección de S. ixodetis (5 × 108 bacterias) (Tabla 1, SI_Low_wo). Mientras tanto, el nivel más bajo se observó en el grupo de S. mirum (5 × 1011 bacterias) + inyección de sal sódica de penicilina G (Tabla 1, SM_High_PG). No hubo diferencias estadísticamente significativas en la tasa de eclosión entre los grupos, incluidos aquellos con y sin antibióticos (Fig. 1, Tabla 1).

Peso hinchado de las garrapatas después de las inoculaciones experimentales. PBS_PG es PBS + sal sódica de penicilina G. H_wo es 5 × 1011 bacterias. H_PG es 5 × 1011 bacterias + sal sódica de penicilina G. L_wo es 5 × 108 bacterias. L_PG es 5 × 108 bacterias + sal sódica de penicilina G. El círculo blanco en la figura representa el peso congestionado promedio. El círculo negro en la figura representa cada valor.

La presencia de Spiroplasma en los huevos se probó mediante PCR utilizando tres grupos de huevos por garrapata. En total, grupos de óvulos de dos garrapatas que comprenden tres grupos cada uno en el grupo de inyección de S. ixodetis (5 × 1011 bacterias) y una garrapata (dos grupos) en el grupo de inyección de sal sódica de S. ixodetis (5 × 1011) + penicilina G. fueron positivos para infección por Spiroplasma (Tabla 1). El resto de grupos dieron negativo mediante PCR específica de Espiroplasma. No se detectó espiroplasma en ninguno de los grupos de inyección de S. mirum.

La presencia de Spiroplasma en las larvas se probó mediante PCR con tres grupos de larvas por garrapata individual. En total, grupos de larvas de dos garrapatas que comprenden tres grupos cada uno en el grupo de inyección de S. ixodetis (5 × 1011 bacterias) y una garrapata (dos grupos) en el grupo de inyección de S. ixodetis (5 × 1011 bacterias) + penicilina G sal sódica fueron positivos para infección por Spiroplasma (Tabla 1). El resto de los grupos fueron todos negativos mediante PCR específica de espiroplasma. No se detectó espiroplasma en ninguno de los grupos de inyección de S. mirum.

El espiroplasma ha sido identificado como uno de los taxones microbianos principales del microbioma de la garrapata25. Sin embargo, su dinámica de transmisión en la naturaleza sigue siendo desconocida en las garrapatas. Este estudio utilizó I. ovatus recolectada en el campo, una especie que alberga Spiroplasma en altas frecuencias, para la infestación experimental en entornos de laboratorio. Se confirmó que Spiroplasma se transmite a huevos y larvas. Este estudio ha proporcionado la primera evidencia experimental de que S. ixodetis se transmite verticalmente en las garrapatas.

Anteriormente, se sugirió que la transmisión horizontal de Spiroplasma entre ácaros y Drosophila (Drosophila nebulosa y Drosophila willistoni) podría ocurrir en condiciones experimentales32. Se ha detectado Spiroplasma ixodetis en varios artrópodos, incluidas algunas especies de garrapatas. El análisis filogenético ha sugerido una transmisión horizontal entre garrapatas y otros artrópodos24. En este estudio, se inocularon experimentalmente S. ixodetis y S. mirum en H. longicornis libre de Spiroplasma. Se detectó espiroplasma solo en los grupos de inyección de S. ixodetis, pero no en los grupos de inyección de S. mirum (Tabla 1). Este resultado proporciona la primera evidencia experimental de que S. ixodetis puede mantenerse en especies de garrapatas no nativas, lo que respalda el potencial de transmisión horizontal de Spiroplasma entre diferentes especies de garrapatas. Dicho esto, la menor frecuencia de transmisión de Spiroplasma puede deberse a la mala adaptación de los aislados a la nueva especie de garrapata huésped. Las cepas de Spiroplasma introducidas en otras especies a menudo se transmiten mal de la madre a la descendencia en Drosophila33. Spiroplasma citri, que normalmente infecta a los saltahojas, crece bien en la hemolinfa de D. melanogaster pero no puede acceder al ovocito y, por lo tanto, no se transmite verticalmente34. Aunque se han confirmado varias transferencias interespecíficas de Spiroplasma entre especies de Drosophila35, rara vez se ha documentado la transferencia de Spiroplasma de Drosophila a otras especies de artrópodos. Se encontró que la tasa de transmisión vertical de Spiroplasma en Drosophila se vio gravemente afectada por la temperatura36, lo que indica que los factores ambientales en entornos de laboratorio, como la temperatura, pueden haber afectado los resultados.

Spiroplasma poulsonii en Drosophila coloniza los ovocitos del huésped en etapas específicas, coincidiendo con la vitelogénesis, y requiere maquinaria de transporte y absorción de la yema para lograr una transmisión vertical eficiente22. Se ha observado que Spiroplasma citri ingresa a las células salivales del saltahojas de la remolacha mediante endocitosis mediada por receptores37. Estos hallazgos sugieren que Spiroplasma puede tener una capacidad general para interactuar con la maquinaria endocítica del huésped para asegurar la transmisión vertical. La captación de vitelogenina a través del receptor de vitelogenina en el ovocito es un evento esencial para el progreso de la ovogénesis en las garrapatas, incluida H. longicornis38,39. Por tanto, Spiroplasma en garrapatas puede utilizar el mismo mecanismo que el observado en otros artrópodos. Para confirmar aún más esta hipótesis, es necesario aclarar la localización de S. ixodetis en I. ovatus después de la alimentación de sangre hasta la oviposición.

En este estudio, se inoculó Spiroplasma con antibióticos en varios grupos de inyección. Sin embargo, no se observaron diferencias significativas en términos de peso congestionado, peso de los huevos y tasa de eclosión entre los grupos tratados con antibióticos y no tratados. Cuando la densidad de simbiontes en insectos huéspedes se ha reducido experimentalmente utilizando antibióticos, la capacidad de reproducción del huésped se reduce debido a la clasificación de simbiontes tras la transmisión vertical40. En el presente estudio, el tratamiento con antibióticos no tuvo efecto sobre la transmisión vertical de Spiroplasma en garrapatas. El tratamiento con antibióticos para las garrapatas se ha asociado con varias disfunciones reproductivas, como una reducción del peso de los huevos y de la congestión y de la tasa de eclosión. Esto se debe a la disbiosis de la microbiota y la reducción de endosimbiontes41,42. En nuestros experimentos preliminares, las garrapatas inyectadas con 0,5 unidades de sal sódica de penicilina G murieron en 24 h, lo que indica un efecto adverso de los antibióticos en la fisiología de las garrapatas (datos no mostrados). La falta de un efecto pronunciado del tratamiento con antibióticos en el experimento actual puede explicarse en parte por la menor concentración de antibióticos, donde la microbiota no se vio afectada en los grupos tratados con antibióticos. Por lo tanto, es necesario optimizar la concentración y el tipo de antibióticos a administrar, así como las vías de inoculación en el futuro para comprender la interacción entre Spiroplasma y la microbiota de la garrapata.

Ixodes ovatus se recolectaron marcando la vegetación en la ciudad de Sapporo, Japón (N 43.02 E 141.29) en mayo de 2021 y se identificaron morfológicamente bajo un estereomicroscopio de acuerdo con las claves morfológicas estándar43. Las garrapatas recolectadas en el campo se transfirieron a placas de Petri y se conservaron en una incubadora a 16 °C hasta su uso. En experimentos de infección por Spiroplasma se utilizaron colonias de laboratorio partenogenéticas de la cepa Okayama de H. longicornis (Fujisaki, 1978)44, mantenidas en el Centro Nacional de Investigación de Enfermedades de Protozoos de la Universidad de Agricultura y Medicina Veterinaria de Obihiro, Japón. Se confirmó que esta colonia de garrapatas estaba libre de espiroplasma mediante PCR específica de espiroplasma antes del experimento.

Se colocaron garrapatas hembras y machos en la misma placa de Petri una semana antes del experimento. Se fijaron treinta hembras de I. ovatus a las orejas de conejos blancos japoneses (Slc: JW/CSK; Japan SLC, Shizuoka, Japón) utilizando bolsas para las orejas. A las garrapatas adheridas se les permitió alimentarse hasta que se hincharon y se desprendieron de forma natural. Luego se recogieron las garrapatas completamente hinchadas y se incubaron en la oscuridad a 25 °C con humedad saturada para la oviposición (Fig. 2).

Descripción general del flujo experimental de infestación experimental de Ixodes ovatus recolectados en el campo en conejos.

Los grupos de huevos (n = 10) y larvas (n = 10) se recolectaron de cada garrapata y se sometieron a extracción de ADN y PCR específica de Spiroplasma, como se describe a continuación.

En este estudio se utilizaron dos especies de Spiroplasma: S. ixodetis (cepa 135) y S. mirum (cepa Q35). La cepa 135 de Spiroplasma ixodetis se aisló de Ixodes monospinosus macho utilizando células ISE6 en un estudio previo45. El aislado se cultivó en células ISE6 recibidas del Instituto CEH de Virología y Microbiología Ambiental (Oxford, Reino Unido) con medio L-15B suplementado con 10% de suero fetal bovino y 5% de caldo de triptosa fosfato (Sigma-Aldrich, St. Louis, MO). , EE. UU.) a 32 °C como se describió anteriormente30. La cepa Q35 de Spiroplasma mirum se aisló de una hembra de Ixodes pavlovsky recolectada en la ciudad de Urausu, Japón (N 43.46, E 141.76) mediante el cocultivo del homogeneizado de garrapata con células ISE6. La especie bacteriana se identificó amplificando y secuenciando la secuencia de ADNr 16S como se informó anteriormente (no publicado)45. Posteriormente, el aislado se cultivó utilizando medio SP4 modificado a 32 °C46. Se cambió el medio de cultivo cuando el color cambió de rojo a amarillo. La titulación de Spiroplasma se realizó contando las células bacterianas bajo un microscopio de campo oscuro. Las concentraciones finales de la solución de Spiroplasma se ajustaron a 1 × 109 y 1 × 1012 bacterias/μL utilizando medios de cultivo antes de la inoculación en las garrapatas.

Se colocaron hembras de H. longicornis en portaobjetos de vidrio y se les inyectaron 0,5 µl de PBS o solución de Spiroplasma a través de la cuarta coxa utilizando un microinyector IM 300 (Narishige, Tokio, Japón). Hubo 10 grupos de inyección, a saber, los grupos de PBS, solo PBS y PBS + sal sódica de penicilina G (Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, EE. UU.); grupos de inyección de S. ixodetis, S. ixodetis (5 × 108 bacterias y 5 × 1011 bacterias) únicamente y S. ixodetis (5 × 108 bacterias y 5 × 1011 bacterias) + sal sódica de penicilina G; Grupos de inyección de S. mirum, S. mirum (5 × 108 bacterias y 5 × 1011 bacterias) únicamente y S. mirum (5 × 108 bacterias y 5 × 1011 bacterias) + sal sódica de penicilina G. La concentración final de sal sódica de penicilina G en la solución fue de 100 U/ml.

Después de la inoculación, las garrapatas inyectadas se dejaron durante siete días a 25 °C en una incubadora. Para la infestación de conejos, se colocaron un total de 70 garrapatas por grupo de inyección en orejas separadas de conejos blancos japoneses. A las garrapatas adheridas se les permitió alimentarse hasta que se hincharon y se desprendieron de forma natural. Luego se pesaron las garrapatas completamente hinchadas y se incubaron en la oscuridad a 25 °C con humedad saturada para la oviposición. Después de la oviposición, los huevos se pesaron y se incubaron en las mismas condiciones hasta la eclosión. La tasa de eclosión se calculó contando el número de larvas eclosionadas entre los grupos de huevos seleccionados (50 a 150 huevos/grupo). Se sometieron tres grupos de huevos (100 cada uno) y larvas (100 cada uno) de cada garrapata a extracción de ADN y PCR específica de Spiroplasma (Fig. 3).

Descripción general del flujo experimental de la inyección de Spiroplasma en garrapatas Haemaphysalis longicornis y su infestación en conejos.

Los huevos, las larvas y las hembras post-oviposición se homogeneizaron utilizando un BioMasher (Nippi, Tokio, Japón), como se describe en el protocolo del fabricante. El ADN genómico se extrajo de los homogeneizados utilizando un kit de insectos de ADN NucleoSpin® (Macherey – Nagel GmbH & Co. KG, Düren, Alemania), siguiendo las pautas del fabricante. Para detectar el ADN de Spiroplasma, se realizó una amplificación por PCR dirigida a 1028 pb de ADNr 16S utilizando los cebadores spi_f1 (5′-GGGTGAGTAACACGTATCT-3') y spi_r3 (5′-CCTTCCTCTAGCTTACACTA-3')30. La PCR se realizó en una mezcla de reacción de 20 µL que contenía 10 µL de tampón de PCR Gflex 2 × (Mg2+, dNTP plus) (TaKaRa Bio Inc., Shiga, Japón), 400 nM de ADN polimerasa Tks Gflex™, 400 nM de cada cebador, 1 μL de plantilla de ADN y agua esterilizada. La reacción se realizó a 94 °C durante 1 min, seguida de 45 ciclos a 98 °C durante 10 s, 60 °C durante 30 s y 68 °C durante 45 s, y un paso final a 68 °C durante 5 min. . Los productos de la PCR se sometieron a electroforesis en un gel de agarosa al 1,0%. El ADN de las especies de Spiroplasma aisladas de I. persulcatus en el estudio anterior47 y agua esterilizada se incluyeron en cada ejecución de PCR como controles positivos y negativos, respectivamente. Los productos de PCR amplificados se purificaron utilizando el reactivo de limpieza de PCR ExoSAP-IT Express (Thermo Fisher Scientific, Tokio, Japón). La secuenciación de Sanger se realizó utilizando un kit de secuenciación de ciclos BigDye Terminator versión 3.1 (Applied Biosystems, Foster City, CA, EE. UU.). Los datos de secuenciación se recopilaron utilizando el software ATGC versión 6.0.4 (GENETYX, Tokio, Japón).

Todos los análisis estadísticos se realizaron utilizando Microsoft 365 Excel. Se utilizó la prueba de Kruskal-Wallis para confirmar diferencias significativas en el peso de las garrapatas hinchadas, el peso de los huevos y la tasa de eclosión de los huevos por grupo de inyección. Se utilizó el software R (versión 4.2.3) para crear los gráficos48.

Todos los experimentos con animales se llevaron a cabo bajo la dirección del Instituto de Investigación con Animales de Laboratorio (ILAR), que se basó en las Directrices fundamentales para la realización adecuada de experimentos con animales y actividades relacionadas en instituciones de investigación académica bajo la jurisdicción del Ministerio de Educación y Cultura. , Deportes, Ciencia y Tecnología, Japón. Este protocolo experimental fue aprobado por el Comité de Ética de Experimentos con Animales de la Universidad de Hokkaido (Aprobación No. 22-0030) y el Comité de Cuidado y Uso de Animales de la Universidad de Agricultura y Medicina Veterinaria de Obihiro (Aprobación Nos. 18-11, 19- 74, 20-85 y 21-40). Todos los experimentos se realizaron de acuerdo con las directrices del comité. El estudio se informa de conformidad con las directrices ARRIVE.

Este estudio es el primero en confirmar experimentalmente la transmisión vertical de S. ixodetis en garrapatas utilizando I. ovatus recolectada en el campo. Además, se detectó Spiroplasma en huevos y larvas procedentes de H. longicornis inoculados experimentalmente con S. ixodetis. Esto ha indicado que S. ixodetis puede transferirse a especies de artrópodos no nativos mediante transmisión horizontal. Se necesitan más experimentos para evaluar la viabilidad del espiroplasma introducido en los huéspedes receptores y la eficacia de la transmisión a la siguiente etapa de desarrollo o generación. Estos hallazgos pueden ayudar a comprender la dinámica de transmisión de Spiroplasma en la naturaleza, el mecanismo de adaptación a especies específicas de garrapatas y, en última instancia, los efectos sobre la fisiología de la garrapata huésped.

Los conjuntos de datos utilizados y/o analizados durante el estudio actual están disponibles del autor correspondiente previa solicitud razonable.

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Nos gustaría agradecer a todos los colaboradores que apoyaron la recolección de muestras. Esta investigación fue apoyada por JSPS KAKENHI (19H03118, 20K21358, 20KK0151 y 22H02505), el Programa Japonés para la Investigación e Infraestructura de Enfermedades Infecciosas (21fk0108614j0001) de la Agencia Japonesa para la Investigación y el Desarrollo Médico (AMED) y la Beca de Investigación Cooperativa (29- joint-1, 30-joint-13, 2020-joint-1, 2021-joint-1 y 2022-joint-12) del Centro Nacional de Investigación de Enfermedades de Protozoos, Universidad de Agricultura y Medicina Veterinaria de Obihiro.

Laboratorio de Parasitología, Departamento de Control de Enfermedades, Escuela de Graduados en Enfermedades Infecciosas, Facultad de Medicina Veterinaria, Universidad de Hokkaido, Sapporo, 060-0818, Japón

Shohei Ogata, Kodai Kusakisako, Keita Kakisaka, Elisha Chatanga, Naoki Hayashi, Yurie Taya, Yuma Ohari, Gita Sadaula Pandey, Abdelbaset Eweda Abdelbaset, Nariaki Nonaka y Ryo Nakao

Laboratorio de Terapéutica Molecular Dirigida, Facultad de Farmacia, Universidad de Nihon, Chiba, 274-8555, Japón

Shohei Ogata

División de Promoción Internacional de la Investigación, Instituto Internacional para el Control de Zoonosis, Universidad de Hokkaido, Sapporo, 001-0020, Japón

Shohei Ogata y Yongjin Qiu

Centro Nacional de Investigación de Enfermedades de Protozoos, Universidad de Agricultura y Medicina Veterinaria de Obihiro, Obihiro, 080-8555, Japón

Rika Umemiya-Shirafuji

Laboratorio de Parasitología Veterinaria, Facultad de Medicina Veterinaria, Universidad de Kitasato, Towada, 034-8628, Japón

Kodai Kusakisako

Departamento de Patobiología Veterinaria, Facultad de Medicina Veterinaria, Universidad de Agricultura y Recursos Naturales de Lilongwe, PO Box 219, Lilongwe, Malawi

Eliseo Ha comenzado

Facultad de Medicina Veterinaria, Universidad Rakuno Gakuen, Ebetsu, 069-8501, Japón

Yuma Ohari

Departamento de Medicina Animal, Diagnóstico de Laboratorio Clínico, Facultad de Medicina Veterinaria, Universidad de Assiut, Assiut, 71515, Egipto

Abdelbaset Eweda Abdelbaset

Departamento de Virología-I, Instituto Nacional de Enfermedades Infecciosas, Shinjuku-ku, Tokio, 162-8640, Japón

Yongjin Qiu

Departamento de Gestión de Bioseguridad, Banco de Patógenos y Animales de Laboratorio, Instituto Nacional de Enfermedades Infecciosas, Shinjuku-ku, Tokio, 162-8640, Japón

Yongjin Qiu

División de Análisis y Gestión de Riesgos, Instituto Internacional para el Control de Zoonosis, Universidad de Hokkaido, Sapporo, 001-0020, Japón

Keita Matsuno

One Health Research Center, Universidad de Hokkaido, Sapporo, 001-0020, Japón

Keita Matsuno

Unidad de Colaboración Internacional, Instituto Internacional para el Control de Zoonosis, Universidad de Hokkaido, Sapporo, 001-0020, Japón

Keita Matsuno

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Correspondencia a Ryo Nakao.

Los autores declaran no tener conflictos de intereses.

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Ogata, S., Umemiya-Shirafuji, R., Kusakisako, K. et al. Investigación de la transmisión vertical y horizontal de Spiroplasma en garrapatas en condiciones de laboratorio. Representante científico 13, 13265 (2023). https://doi.org/10.1038/s41598-023-39128-z

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Recibido: 01 de mayo de 2023

Aceptado: 20 de julio de 2023

Publicado: 15 de agosto de 2023

DOI: https://doi.org/10.1038/s41598-023-39128-z

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